Сопоставление мочевыводящей и пищеварительной систем - морфофункциональные и клинические параллели

С.В. Бельмер, Т.В. Гасилина

РГМУ

Несмотря на очевидные различия структуры и функций пищеварительной и выделительной систем, можно найти немало общего в плане их функциональной организации. Для этого есть существенные основания. Выделительная система в процессе эмбриогенеза формируется из дивертикула первичной кишки и мезенхимальной бластемы. В связи с этим она отчасти сохраняет общий план строения, функционирования и регуляции, тесную взаимосвязь в норме и патологии, равно как и общие принципы развития патологического процесса. Сопоставив пищеварительную и мочевыделительную системы, можно отметить общую схему строения, наличие эпителия с щеточной каймой и со сходными транспортными системами (транспортеры для углеводов, аминокислот, олигопептидов, ксенобиотиков, натрия и калия), сходной регуляцией функции и пролиферации (в т.ч. через соматостатин, гуанилин/урогуанилин, эпидермальный фактор роста и эндотелины), общие физиологические (всасывание/реабсорбция, секреция, моторная активность) и патологические (нарушения всасывания/реабсорбции, секреции, моторные нарушения, микробиологические и иммунологические) процессы. Изучение межсистемных параллелей позволяет представить организм, как единое целое, как систему, построенную и функционирующую по единым для всех подсистем законам.

На 5–й нед. внутриутробного развития у нижнего края вольфова протока от клоаки появляется дивертикул, который дает начало будущей окончательной почке, метанефросу. В дальнейшем происходит его канализация и дихотомическое ветвление и нижняя часть выроста дает начало мочеточнику. Из первых ветвлений формируются лоханки, из последующих – чашечки и собирательные трубочки. Вокруг этих разветвлений сгущается т.н. нефрогенная мезенхима, в ней формируются сигмовидные канальцы (будущий канальцевый аппарат), один конец которого соединяется с будущими собирательными трубочками, а другой – становится вогнутым внутрь, в него врастают сосуды и формируется почечный клубочек. В последующем происходит окончательное формирование почечных структур и их дифференцировка, полностью завершающаяся уже после рождения [3]. Таким образом, наследование мочевыводящей системой черт, характерных для кишечной трубки, является вполне естественным.

Сходный путь развития проходит поджелудочная железа, которая закладывается на 3–й неделе эмбрионального развития в виде двух выростов эпителиальной выстилки формирующейся двенадцатиперстной кишки. Из дивертикулов в ходе их дихотомического деления и канализации образуются протоки и ацинусы экзокринной части органа. В скоплениях клеток выростов, в которых просвет не образуется, формируются эндокринные островки. Ацинарные клетки и клетки протоков имеют общее происхождение, однако в дальнейшем первые выполняют исключительно секреторную функцию, а вторые – как секреторную, так и всасывающую [5]. Аналогичным образом закладывается печень в виде выпячивания эпителия кишечной трубки, из передней части которого формируются протоки и паренхима органа, а из заднего – желчный пузырь.

Желудочно–кишечный тракт (ЖКТ) представляет собой систему полых трубчатых органов, стенки которых построены по единому плану и состоят из слизистого, подслизистого, мышечного и серозного слоев. Основные функции ЖКТ: секреторная и переваривающая, всасывающая, моторная. Для повышения эффективности процессов переваривания и всасывания кишечник (особенно тонкая кишка) имеет значительную площадь активной поверхности, что достигается наличием складок и ворсинок слизистой оболочки и микроворсинок на апикальной поверхности энтероцитов. Энтероциты – высокие цилиндрические клетки с широкой щеточной каймой, которая состоит из микроворсинок – составляют примерно 90% популяции клеток покровного эпителия тонкой кишки. Оставшиеся почти 10% приходятся на бокаловидные клетки, продуцирующие слизь, и около 0,5% приходится на энтероэндокринные клетки. Энтероциты характеризуются сильно извитой боковой плазматической мембраной и многочисленными митохондриями. В клетках, лежащих у основания ворсинок, хорошо развиты цистерны гранулярного эндоплазматического ретикулума и мешочки комплекса Гольджи.

Эпителиальные клетки проксимальных канальцев почек имеют цилиндрическую форму, характеризуются наличием щеточной каймы, аналогичной энтероцитам, увеличивающей площадь канальцевой поверхности и исчерченностью базальной части, связанной с наличием инвагинаций клеточной стенки и большим количеством в этой зоне митохондрий. В дистальных канальцах клетки, выстилающие внутреннюю поверхность, имеют кубовидную форму, у большинства из них имеется щеточная кайма и у всех – исчерченность базальной части. Часть цилиндрических клеток собирательных трубочек имеет ворсинки и по структуре напоминает обкладочные клетки желудка. Наконец, мочеточник, как и кишка, имеет слизистый и подслизистый слои, мышечный слой и адвентицию [1].

Основной системой всасывания глюкозы и галактозы в кишечнике так же, как и реабсорбции глюкозы и галактозы в почечных канальцах, является т.н. глюкозо–натриевый транспортер или натрий–зависимый транспортер глюкозы [37], относящийся к SGLT–семейству транспортных белков и локализующийся на апикальной мембране эпителиоцита. Вторым транспортером глюкозы является белок GLUT–семейства (точнее, GLUT–2), облегчающий диффузию глюкозы и расположенный на базолатеральной мембране энтероцита, клеток почечного канальца, а также на поверхности b–клеток поджелудочной железы [31,25]. Экспрессия указанных транспортеров определяется концентрацией глюкозы и гормональными механизмами [32].

Аминокислоты всасываются в кишечнике и реабсорбируются в почках при участии сходных Na+– и Cl– –зависимых котранспортеров и калий–зависимого обменного механизма [9].

Эпителиальные клетки тонкой кишки и почечных канальцев имеют сходные транспортные системы, предназначенные для всасывания (реабсорбции) ди– и трипептидов. Кстати, аналогичные транспортеры выявлены также у бактерий, грибов и некоторых растений, что указывает на их древнее происхождение [11]. Эпителиоциты почечных канальцев обладают способностью накапливать олигопептиды в высоких концентрациях и характеризуются высокой дипептидазной активностью, хотя в отличие от энтероцитов последняя сконцентрирована не в щеточной кайме, а внутриклеточно. Основными транспортными системами для олигопептидов в почках являются белки Pept–1 и Pept–2. Первый является низкоаффинным, но высокоактивным белком, тогда как второй – высокоаффинным, но с низкой пропускной способностью [6]. У крыс хорошо изучен транспортер Pept–1, обеспечивающий абсорбцию пептидных и подобных им ксенобиотиков (в т.ч. b–лактамных антибиотиков) в тонкой кишке и почечных канальцах [26].

Идентичные каналы транспорта натрия, чувствительные к альдостерону и играющие ключевую натрий–сохраняющую роль, существуют как в собирательных трубочках почек, так и дистальных отделах толстой кишки. В обоих органах альдостерон повышает экспрессию указанных транспортеров на апикальной поверхности соответствующих клеток. Мутация, приводящая к нарушению структуры двух из трех субъединиц этой транспортной системы (в почках и кишке), приводит к развитию синдрома Liddle, редкому случаю врожденной гипертензии [28].

Рецепторы к 1,25–дигидроксивитамину D присутствуют в кишечнике, костях и почках. Показано, что 1,25–дигидроксивитамин D стимулирует всасывание кальция как в кишечнике, так и в почках [19]. Возможно, при врожденной идиопатической гиперкальциурии, часто сочетающейся с кальциевым уролитиазом, у человека имеет место повышенная экспрессия названных рецепторов, как это было показано у экспериментальной линии крыс с гиперкальциурией [8].

Сходные транспортные системы для всасывания оксалатов существуют в почках и кишечнике. В образовании оксалатных камней, помимо нарушенной реабсорбции оксалатов из почечных канальцев, определенную роль может играть повышенное всасывание оксалатов в кишечнике, хотя это и не доказано [36].

Похожи друг на друга механизмы абсорбции фосфора в кишке и почках. При этом всасывание фосфора как в кишке, так и в почках повышается при низкофосфатной диете и снижается – при высокофосфатной [21].

Идентичные транспортные белки, обеспечивающие всасывание и реабсорбцию цинка, т.н. ZnT–1 и ZnT–2, присутствуют на мембранах энтероцитов и тубулярных клеток [22].

У человека экскреция ксенобиотиков, хорошо изученная для гепатоцитов, обеспечивается транспортными гликопротеинами типа mdr1, выявленными на люминальной поверхности транспортного эпителия печени, энтероцитов, почечных канальцев и некоторых других органов [20,27,30,34]. Mdr1 имеет определяющее значение для элиминации ксенобиотиков как кишечником, так и почками.

Хорошо известно, что ураты в основном секретируются почками, однако аналогичной способностью обладают энтероциты. В почечных канальцах выявлены пути как секреции, так и реабсорбции уратов. В норме основная масса уратов экскретируется почками, однако при почечной недостаточности включаются нефункционирующие до времени транспортеры тонкой кишки [29].

Между ЖКТ и почками много общего в принципах регуляции их функции и пролиферативных процессов. Также как и в кишечнике, в почках соматостатин играет важную и во многом сходную регуляторную роль. Также как и в кишечнике, в почках он продуцируется локально, обеспечивая паракринную регуляцию многих функций, в частности, подавляя пролиферативные процессы. Кроме того, соматостатин подавляет секрецию воды и натрия, обладает вазоконстрикторным эффектом [15,33,35].

Гуанилин и урогуанилин, два сходных пептида, обладающих натрий–регулирующим действием, секретируются, соответственно, в тонкой кишке и почечных канальцах. Оба пептида действуют на рецепторы эпителиоцитов, активация которых приводит к повышению внутриклеточного уровня циклического гуанозин–монофосфата. В энтероцитах это приводит к повышению секреции в просвет кишки хлора, а вслед за ним – натрия и воды. В почечных канальцах эффектом урогуанилина является повышение секреции натрия, калия и воды. Уровень гуанилина в кишечнике повышается при увеличении потребления натрия, а уровень урогуанилина, видимо, определяется уровнем натрия в крови. Можно предположить, что гуанилин и урогуанилин образуют эндокринную ось кишечник – почки, в сочетании с другими соответствующими гормонами поддерживающую содержание натрия и воды в организме [13,14].

Эпидермальный фактор роста (ЭФР), полипептид, первоначально изолированный S. Cohen из мышиных подчелюстных желез, состоит из 53 аминокислот и идентичен урогастрону – полипептиду, выделенному из мочи. ЭФР секретируется слюнными, панкреатическими и Бруннеровыми железами. Показано, что прием пищи приводит к значительному повышению ЭФР в плазме. Сам ЭФР значительно подавляет секрецию кислоты и пепсина в желудке, однако основной эффект ЭФР – стимуляция пролиферативных (репаративных) процессов в желудочно–кишечном тракте.

Повышение концентрации ЭФР в крови не сказывается на его концентрации в моче. ЭФР, стимулирующий пролиферативные процессы в почках, вырабатывается почечным эпителием, и именно он обнаруживается в моче [10]. Рецепторы к нему локализованы на базолатеральных мембранах эпителиальных клеток [16]. Как и в кишечнике, в почках ЭФР обладает митогенным эффектом в отношении эпителия [12], повышая пролиферацию, стимулируя гликолиз, пентозный цикл и подавляя глюконеогенез при снижении потребления кислорода [23].

Структурно–функциональный параллелизм неизбежно находит свое отражение в параллелизме патологических процессов, что наиболее отчетливо проявляется при рассмотрении врожденных заболеваний почек и кишечника. При первичной мальабсорбции глюкозы (врожденная глюкозо–галактозная мальабсорбция) имеет место снижение реабсорбции глюкозы в почечных канальцах. При врожденной мальабсорбции метионина нарушено всасывание этой аминокислоты в кишечнике, также как и ее реабсорбция в почках. При болезни Хартнапа, характеризующейся снижением реабсорбции триптофана и нейтральных аминокислот, можно выявить аналогичный дефект энтероцитов. При цистинурии со снижением реабсорбции цистина и основных аминокислот всасывание тех же аминокислот нарушено и в кишечнике. При врожденной лизинурии нарушены как реабсорбция в почках, так и кишечное всасывание лизина. При иминоглицинурии нарушены всасывание в кишечнике и реабсорбция в почках глицина, пролина и гидроксипролина. Вероятно сочетанное поражение почек и кишечника при витамин D–резистентном рахите.

При целиакии, непереносимости белка злаков глютена, сопровождающейся выраженной атрофией слизистой оболочки тонкой кишки и генерализованной мальабсорбцией, дисфункция тубулярного аппарата почек проявляется фосфатурией, гиперкальциурией и у некоторых больных – цистинурией и аминоацидурией. Развитие рахитоподобного синдрома у этих больных связано не только с нарушенным кишечным всасыванием кальция и витамина D, но и с канальцевой дисфункцией. При отдельных видах лактазной недостаточности выявляется глюкозурия. При первичной экссудативной энтеропатии, характеризующейся потерей белка через кишечник в связи с дефектом лимфатических сосудов тонкой кишки, может наблюдаться протеинурия [4]. Известно также сочетание гипероксалурии (с повышенным риском уролитиаза) с панкреатической стеатореей [18]. Предполагается, что в этих условиях (по неустановленной пока причине) повышается кишечное всасывание оксалатов в толстой кишке [17,24].

Следует указать еще два механизма вовлечения почек в патологический процесс при поражении кишечника, которые отражают естественные общесистемные взаимоотношения. Во–первых, при любой мальабсорбции нарушается нутритивный статус пациента и, в большей или меньшей степени, страдают энергетический, белковый и другие виды обменов в целом, что сказывается на обменных процессах в тканях почек с вторичным нарушением их функции и, возможно, развитием дистрофических процессов. Типичным случаем является целиакия, при которой развиваются дистрофические изменения во всех внутренних органах, в т.ч. в почках, что не может не отразиться на их функции.

Во–вторых, накопление токсинов в просвете желудочно–кишечного тракта, особенно при инфекционных процессах, проникновение токсинов в системный кровоток и их циркуляция может специфическим или неспецифическим образом оказывать действие на тропные органы, в т.ч. на почки. Классическим примером последнего механизма является гемолитико–уремический синдром. В данном случае токсин микроорганизма E.coli O157:H7, вызывающий гастроэнтерит, в отдельных случаях, циркулируя в крови, оказывает нефротоксический эффект с развитием острой почечной недостаточности, наряду с микроангиопатической гемолитической анемией, тромбоцитопенией, а иногда и поражением центральной нервной системы [7].

Система мочевыделения не уникальна в своей тесной связи с ЖКТ. Аналогичные параллели можно провести между ЖКТ и респираторной системой, между респираторной и мочевыделительными системами и т.д. Системы организма, несмотря на многие отличия, построены по единому функциональному плану с использованием общих («типовых») структур и функций. Представленные данные вновь показывают, что организм функционирует, как единое целое, и все процессы, как физиологические, так и патологические, следует оценивать с точки зрения межсистемных взаимоотношений. Патология со стороны одной системы в большей или меньшей степени приводит к вовлечению всех систем организма. Со всей очевидностью это проявляется в тяжелых запущенных случаях хронических заболеваний, однако имеет место даже при, казалось бы, легких состояниях. Поэтому, обследуя пациента с гастроинтестинальной патологией, следует уделить особое внимание состоянию почек и – наоборот. С другой стороны, познание единых принципов приближает нас к пониманию процессов на более высоком обобщающем уровне, выводит наши представления на новый, более высокий уровень.

Литература:

1. Гистология, цитология и эмбриология. Под.ред.О.В. Волковой и Ю.К. Елецкого. М., 1996. 544 с.

2. Изачик Ю.А. Синдром мальабсорбции у детей. М., 1991. 304 с.

3. Полачек Э. Нефрология детского возраста. Авиценум, Прага, 1980. 330 с.

4. Фадеева М.А., Лебедев В.П., Вербицкий В.И., Вельтищева И.И., Юшков С.А. Патология мочевой системы при синдроме нарушенного кишечного всасывания.// Синдром нарушенного кишечного всасывания у детей. Сб.науч.тр. М., 1985.– С.51–55.

5. Хэм А., Кормак Д. Гистология. Т.4. Пер.с англ. М., 1983.

6. Adibi SA. Renal assimilation of oligopeptides: physiological mechanisms and metabolic importance.// Am J Physiol.– 1997.– Vol.272.– N5 Pt 1.–P.E723–E736.

7. Bell BP, Griffin PM, Lozano P. Predictors of hemolytic uremic syndrome in children during a large outbreak of escherichia coli 0157:H7 infections. Pediatrics.– 1997.– Vol.100.– N1.– P.E12.

8. Bushinsky DA. Genetic hypercalciuric stone forming rats.// Semin Nephrol.– 1996.–Vol.16.– N5.– P.448–457.

9. Castagna M; Hediger MA; Harvey WR; Sacchi VF, Trotti D; Shayakul C. Molecular characteristics of mammalian and insect amino acid transporters: implications for amino acid homeostasis.// J Exp Biol.– 1997.– Vol.200.– Pt 2.– P.269–286.

10. Chou JS; Porush JG; Reiser IW. Aging and urinary excretion of epidermal growth factor.// Ann Clin Lab Sci.– 1997.– Vol.27.– N2.– P.116–122.

11. Daniel H; Herget M. Cellular and molecular mechanisms of renal peptide transport.// Am J Physiol.– 1997.– Vol.273.– N1 Pt 2.–P.F1–F8.

12. Ennulat D; Brown SA; Brown CA. Mitogenic effects of epidermal growth factor and platelet–derived growth factor on canine and equine mesangial cells in vitro.// Am J Vet Res.– 1997.– Vol.58.– N11.– P.1308–1313.

13. Forte LR; Currie MG. Guanylin: a peptide regulator of epithelial transport.// FASEB J.– 1995.– Vol.9.– N8.– P.643–650.

14. Forte LR; Hamra FK; Fan X. Salt and water homeostasis: uroguanylin is a circulating peptide hormone with natriuretic activity.// Am J Kidney Dis.– 1996.– Vol.28.– N2.– P.296–304.

15. Hatzoglou A; Castanas E; Emmanouel DS; Stournaras C, Papakonstanti E; Bakogeorgou E. Identification and characterization of opioid and somatostatin binding sites in the opossum kidney (OK) cell line and their effect on growth.// J Cell Biochem.– 1996.– Vol.63.– N4.– P.410–21.

16. Hobert ME; Carlin CR; Medof ME; Kil SJ. The cytoplasmic juxtamembrane domain of the epidermal growth factor receptor contains a novel autonomous basolateral sorting determinant.// J Biol Chem.– 1997.– Vol.272.– N52.– P.32901–32909.

17. Hylander E; Thale M; Jensen HJ; Jarnum. Enteric hyperoxaluria: dependence on small intestinal resection, colectomy, and steatorrhoea in chronic inflammatory bowel disease.// Scand J Gastroenterol.– 1978.– Vol.13.– N5.– P.577–588.

18. Jones DP; Noe HN; Whitington G; Stapleton. Urolithiasis and enteric hyperoxaluria in a child with steatorrhea.// Clin Pediatr (Phila).– 1987.– Vol.26.– N6.– 304–306.

19. Kumar R. Calcium transport in epithelial cells of the intestine and kidney.// J Cell Biochem.– 1995.– Vol.57.– N3.– P.392–398.

20. Kusuhara H; Sugiyama Y; Suzuki H. The role of P–glycoprotein in the liver.// Nippon Rinsho.– 1997.– Vol.55.– N5.– P.1069–1076.

21. Loghman–Adham M. Adaptation to changes in dietary phosphorus intake in health and in renal failure.// J Lab Clin Med.– 1997.– Vol.129.– N2.– P.176–188.

22. McMahon RJ; Cousins RJ. Mammalian zinc transporters.// J Nutr.– 1998.– Vol.128.– N4.– P.667–670.

23. Nowak G; Schnellmann RG. Integrative effects of EGF on metabolism and proliferation in renal proximal tubular cells.// Am J Physiol.– 1995.– Vol.269.– N5 Pt 1.– P.C1317–C1325.

24. Ogilvie D; Harries JT; Muller DPR; Oyesiku J, Manning J; Packer S; McCollum. Urinary outputs of oxalate, calcium, and magnesium in children with intestinal disorders. Potential cause of renal calculi.// Arch Dis Child.– 1976.– Vol.51.– N10.– P.790–795.

25. Olson AL; Pessin JE. Structure, function, and regulation of the mammalian facilitative glucose transporter gene family.// Annu Rev Nutr.– 1996.– Vol.16.– P.235–256.

26. Saito H. Molecular and cell biological analyses for intestinal absorption and renal excretion of drugs.// Yakugaku Zasshi.– 1997.– Vol.117.– N8.–P.522–541.

27. Schinkel AH. The physiological function of drug–transporting P–glycoproteins.// Semin Cancer Biol.– 1997.– Vol.8.– N3.– P.161–170.

28. Schoeneich G; Muller SC; Frohlich G; Albers P, Winter P. Management of complete ureteral replacement. Experiences and review of the literature.// Scand J Urol Nephrol.– 1997.– Vol.31.– N4.– P.383–388.

29. Sekine T; Endou H. The mechanisms of urate transport in the kidney and the intestine.// Nippon Rinsho.– 1996.– Vol.54.– N12.– P.3237–3242.

30. Silverman JA; Thorgeirsson SS. Regulation and function of the multidrug resistance genes in liver.// Prog Liver Dis.– 1995.– Vol.13.– P.101–123.

31. Takata K. Glucose transporters in the transepithelial transport of glucose.// J Electron Microsc (Tokyo).– 1996.– Vol.45.– N4.– P.275–284.

32. Thorens B. Glucose transporters in the regulation of intestinal, renal, and liver glucose fluxes.// Am J Physiol.– 1996.– Vol.270.– N4 Pt 1.– P.G541–G553.

33. Toth–Heyn P; Juhasz–Nagy A; Kekesi V; Dobi I, Tulassay T; Toth M. Direct renovascular effect of somatostatin in the dog.// Regul Pept.– 1996.–Vol.67.– N2.– P.103–6.

34. Tsuji A; Tamai I; Sakata A. Tissue distribution of the multidrug–resistance gene product P–glycoprotein and its physiological function.// Nippon Rinsho.– 1997.– Vol.55.– N5.– P.1059–1063.

35. Turman MA; Albers AR; Apple CA; O’Dorisio TM, O’Dorisio MS. Somatostatin expression in human renal cortex and mesangial cells.// Regul Pept.– 1997.– Vol.68.– N1.– P.15–21.

36. Verkoelen CF; Romijn JC. Oxalate transport and calcium oxalate renal stone disease [editorial].// Urol Res.– 1996.– Vol.24.– N4.– P.183–191.

37. Wright EM; Zampighi GA; Loo DD; Hirsch JR. Regulation of Na+/glucose cotransporters.// J Exp Biol.– 1997.– Vol.200.– Pt 2.–P.287–293.

Опубликовано с разрешения администрации Русского Медицинского Журнала.